L’ADN environnemental : la première technologie déployée dans le cadre de Vigilife

Qu’est-ce que l’ADN environnemental ?

LADN est une molécule commune à tous les êtres vivants de la planète : animaux, végétaux, bactéries, etc. Une molécule universelle, mais qui contient pourtant une information génétique spécifique à chaque individu. L’ADN se retrouve ainsi dans toutes les cellules des organismes vivants, mais chacun d’entre eux en laisse également des traces dans son environnement, par l’intermédiaire de la salive, des gamètes, de l’urine, des excréments, etc. Ces fragments d’ADN retrouvés dans la nature sont ainsi appelés « ADN environnemental » ou ADNe. Ils sont décelables dans l’eau pendant quelques jours après le passage de leurs propriétaires, et jusqu’à plusieurs milliers d’années dans le sol.

La police scientifique de l’environnement

Comme les empreintes digitales que nous laissons partout où nous allons — et que la police scientifique sait parfaitement décrypter — les fragments d’ADNe permettent désormais d’en apprendre beaucoup sur ceux qui ont laissé ces traces invisibles. Chaque espèce possède, en effet, des séquences d’ADN qui lui sont propres, comme un « code-barre » génétique. Pour mener à bien l’enquête, il faut tout d’abord collecter un échantillon — quelques grammes de terre ou plusieurs litres d’eau — puis en extraire l’ADN, l’amplifier et enfin le séquencer. Les séquences d’ADN obtenues sont ensuite comparées à une base de données génétiques de référence, grâce à des outils bioinformatiques, afin d’identifier les espèces qui étaient présentes dans le milieu étudié.

Cette série de tâches complexes exige minutie et savoir-faire pour espérer détecter la présence des espèces les plus rares sur un site et éviter les mauvaises interprétations. Mais bien maitrisées, ces nouvelles technologies ouvrent d’immenses possibilités.

Au début des années 2000, il a ainsi été possible de reconstituer des écosystèmes vieux de plusieurs dizaines de milliers d’années en étudiant les traces d’ADN présentes dans le permafrost sibérien. Cette méthode a par la suite été utilisée pour étudier le régime alimentaire d’espèces menacées grâce à l’analyse du matériel génétique contenu dans leurs déjections. Aujourd’hui, l’ADNe dévoile tout son potentiel pour la réalisation de vastes inventaires de biodiversité dans tous les milieux aquatiques ou terrestres.

Vers un changement de paradigme ?

Pour dresser une liste des espèces vivant sur un territoire donné, il fallait bien souvent mobiliser de nombreux spécialistes des différents groupes taxonomiques étudiés : poissons, amphibiens, mammifères… Désormais, sous réserve que le « code-barre » génétique de chaque espèce soit connu — ce qui requiert l’important savoir-faire des taxonomistes — il devient possible de réaliser un recensement de l’ensemble de la biodiversité d’un écosystème à partir d’un seul et même échantillon.

« Une technique rapide, très performante, souvent moins onéreuse et surtout, sans impact sur l’écosystème étudié. »

Un prélèvement de quelques litres d’eau dans une rivière, par exemple, suffit pour répertorier les espèces de poissons qui s’y trouvent, mais également les amphibiens, les reptiles, les mammifères ou les oiseaux côtoyant ses berges, et même les bactéries ou les virus invisibles à l’œil nu qui s’y développent. Une technique rapide, très performante, souvent moins onéreuse que les méthodes traditionnelles, et surtout, sans impact sur l’écosystème étudié. Néanmoins, pour répondre à certaines questions écologiques (taille de la population, sexe, stade de développement, etc.), l’utilisation des méthodes traditionnelles d’inventaire reste indispensable.

Les plus hauts standards qualité

L’objectif de Vigilife est de standardiser les technologies les plus performantes pour le suivi de la biodiversité aquatique et terrestre, qu’elles soient issues de laboratoires publics de recherche ou d’acteurs privés internationaux. Les technologies ADNe déployées dans le cadre de Vigilife ont été validées par un grand nombre de publications scientifiques et testées dans le cadre de nombreux projets et expéditions scientifiques, afin de démontrer leurs performances dans des écosystèmes variés à l’échelle mondiale.

+60
articles scientifiques publiés dans des revues internationales
pour valider les technologies ADNe Vigilife
+10
années de Recherche & Développent pour proposer
les méthodes les plus performantes dans le domaine

La biodiversité mondiale en Open Data

Grâce à la plateforme Vigilife Maps, les données issues d’expertises ADNe seront rapidement consultables, et de façon gratuite, par les gestionnaires de l’environnement, les chercheurs, les décideurs politiques, etc. Il sera ainsi possible de suivre l’évolution de la répartition et de l’abondance d’une espèce, d’être informé de l’apparition d’une espèce invasive, ou d’étudier l’évolution de la biodiversité sur un même site au cours du temps, grâce notamment à des indicateurs synthétiques et validés scientifiquement. Ces données ADNe standardisées alimenteront également les banques de données nationales et internationales sur la biodiversité (GBIF, etc.)

Vigilife développe un réseau mondial de surveillance du vivant qui alimentera les banques de données nationales et internationales sur la biodiversité.

Le grand public pourra quant à lui s’informer et prendre conscience de l’état de santé des écosystèmes qui l’entourent, tout en mesurant l’impact des actions de conservation ou de restauration entreprises par les partenaires de Vigilife.

La plateforme Vigilife Maps, qui est le fruit d’une concertation initiée en 2018 entre acteurs de la recherche, de la conservation et du monde économique, sera dévoilée prochainement.

Des technologies rapidement déployables à grande échelle

Un des principes opérationnels de Vigilife est de consolider les bases de données locales, nationales et internationales existantes aujourd’hui grâce aux résultats des analyses ADNe réalisées dans les territoires. Afin de démultiplier et de sécuriser l’acquisition et l’analyse des données issues des sites d’étude, les moyens d’expertise sont progressivement délocalisés auprès des partenaires de Vigilife et situés au plus près des territoires. Ainsi, chaque partenaire sera en mesure de traiter ses échantillons et chaque pays pourra rester souverain sur ses ressources génétiques. Pour cela, des solutions technologiques innovantes sont proposées aux membres de l’alliance Vigilife afin de leur permettre de réaliser l’échantillonnage et l’analyse d’ADNe de manière standardisée. Ces solutions intègrent les plus hauts standards de qualité, de sécurité et de performance dans le domaine des expertises génétiques.

Des laboratoires d’analyse “plug and play”

Ces laboratoires mobiles ont été conçus spécifiquement pour la réalisation d’extractions d’ADNe. Ils permettent de garantir la qualité des analyses et d’éviter tout risque de contamination du manipulateur ou de l’environnement par des pathogènes potentiellement présents dans les échantillons traités.

Des méthodes d’échantillonnage optimisées

Les méthodes d’échantillonnage Vigilife ont été développées pour optimiser la détection de l’ensemble des espèces présentes sur un site, notamment les plus rares et difficilement détectables. Dans les rivières, par exemple, elles sont basées sur la filtration de grands volumes d’eau (2 x 30 litres), avec une intégration spatiale et temporelle de l’ADNe.

Le développement des premières technologies ADNe utilisées dans le cadre de Vigilife (méthodes d’analyses standardisées, laboratoire mobile et plateforme Vigilife Maps) a été financé par SPYGEN, avec le soutien de l’État français (OFB / ADEME – Programme d’Investissements d’Avenir (PIA Alive 2018 / 2021) / DG Trésor – FASEP), et en collaboration avec de nombreux partenaires publics et privés internationaux.

Nos principales publications scientifiques sur l’ADN environnemental

Des technologies testées et validées depuis plus de 10 ans par les scientifiques de Vigilife
  • Aucone, E. et al. (2023) Drone-assisted collection of environmental DNA from tree branches for biodiversity monitoring. Sci Robotics 8, eadd5762
  • Coutant, O. et al. (2022) Environmental DNA reveals a mismatch between diversity facets of Amazonian fishes in response to contrasting geographical, environmental and anthropogenic effects. Global Change Biol DOI: 10.1111/gcb.16533
  • Dalongeville, A. et al. (2022) Benchmarking eleven biodiversity indicators based on environmental DNA surveys: More diverse functional traits and evolutionary lineages inside marine reserves. J Appl Ecol DOI: 10.1111/1365-2664.14276
  • Polanco, A. et al. (2022) Ecological indices from environmental DNA to contrast coastal reefs under different anthropogenic pressures. Ecol Evol 12
  • Muff, M. et al. (2022) Environmental DNA highlights fish biodiversity in mesophotic ecosystems. Environ Dna DOI: 10.1002/edn3.358
  • Juhel, J. et al. (2022) Estimating the extended and hidden species diversity from environmental DNA in hyper‐diverse regions. Ecography 2022
  • Pont, D. et al. (2022) Quantitative monitoring of diverse fish communities on a large scale combining eDNA metabarcoding and qPCR. Mol Ecol Resour DOI: 10.1111/1755-0998.13715
  • Hervé, A. et al. (2022) Spatio-temporal variability of eDNA signal and its implication for fish monitoring in lakes. Plos One 17, e0272660
  • Meulenbroek, P. et al. (2022) Sturgeons in large rivers: detecting the near-extinct needles in a haystack via eDNA metabarcoding from water samples. Biodivers Conserv 31, 2817–2832
  • Flück, B. et al. (2022) Applying convolutional neural networks to speed up environmental DNA annotation in a highly diverse ecosystem. Sci Reports 12, 10247
  • Cantera, I. et al. (2022) Low level of anthropization linked to harsh vertebrate biodiversity declines in Amazonia. Nat Commun 13, 3290
  • Sanchez, L. et al. (2022) Ecological indicators based on quantitative eDNA metabarcoding: the case of marine reserves. Ecol Indic 140, 108966
  • Rozanski, R. et al. (2022) Disentangling the components of coastal fish biodiversity in southern Brittany by applying an environmental DNA approach. Environ Dna DOI: 10.1002/edn3.305
  • Mathon, L. et al. (2022) Cross-ocean patterns and processes in fish biodiversity on coral reefs through the lens of eDNA metabarcoding. Proc Royal Soc B 289, 20220162 DOI: 10.1098/rspb.2022.0162
  • Macé, B. et al. (2022) Evaluating bioinformatics pipelines for population‐level inference using environmental DNA. Environ Dna DOI: 10.1002/edn3.269
  • Martin, J. et al. (2021) A comparison of visual observation and DNA metabarcoding to assess the diet of juvenile sea turtle Caretta caretta in the French Mediterranean sea. Mar Freshwater Res DOI: 10.1071/mf21179
  • Bruce, K. et al. (2021). A practical guide to DNA-based methods for biodiversity assessment. , Advanced Books. https://doi.org/10.3897/ab.e68634
  • Cantera, I. et al. (2022) Characterizing the spatial signal of environmental DNA in river systems using a community ecology approach. Mol Ecol Resour DOI: 10.1111/1755-0998.13544
  • Stauffer, S. et al. (2021) How many replicates to accurately estimate fish biodiversity using environmental DNA on coral reefs? Ecol Evol doi:10.1002/ece3.8150
  • Polanco-Fernandez, A. et al. (2021) Detecting aquatic and terrestrial biodiversity in a tropical estuary using environmental DNA. Biotropica DOI: 10.1111/btp.13009
  • Nogueira, J.G. et al. (2021) Alarming decline of freshwater trigger species in western Mediterranean key biodiversity areas. Conserv Biol DOI: 10.1111/cobi.13810
  • Polanco-Fernandez, A. et al. (2021) Comparing the performance of 12S mitochondrial primers for fish environmental DNA across ecosystems. Environ Dna DOI: 10.1002/edn3.232
  • Marques, V. et al. (2021) Use of environmental DNA in assessment of fish functional and phylogenetic diversity. Conserv Biol DOI: 10.1111/cobi.13802
  • Czeglédi, I. et al. (2021) Congruency between two traditional and eDNA-based sampling methods in characterising taxonomic and trait-based structure of fish communities and community-environment relationships in lentic environment. Ecol Indic 129, 107952
  • Leandro, C. et al. (2021) A novel trap design for non-lethal monitoring of dung beetles using eDNA metabarcoding. J Insect Conserv DOI: 10.1007/s10841-021-00329-4
  • Lyet, A. et al. (2021) eDNA sampled from stream networks correlates with camera trap detection rates of terrestrial mammals. Sci Reports 11, 11362
  • Mathon, L. et al. (2021) Benchmarking bioinformatic tools for fast and accurate eDNA metabarcoding species identification. Mol Ecol Resour DOI: 10.1111/1755-0998.13430
  • Boulanger, E. et al. (2021) Environmental DNA metabarcoding reveals and unpacks a biodiversity conservation paradox in Mediterranean marine reserves. Proc Royal Soc B 288, 20210112
  • Coutant, O. et al. (2021) Amazonian mammal monitoring using aquatic environmental DNA. Mol Ecol Resour 21, 1875–1888
  • Prié, V. et al. (2021) Cinq ans d’inventaires des Bivalves de France par analyse de l’ADN environnemental : quelles conclusions, quelles perspectives ? Naturae DOI: 10.5852/naturae2021a8
  • Mena, J.L. et al. (2021) Environmental DNA metabarcoding as a useful tool for evaluating terrestrial mammal diversity in tropical forests. Ecol Appl DOI: 10.1002/eap.2335
  • Marques, V. et al. (2021) GAPeDNA: Assessing and mapping global species gaps in genetic databases for eDNA metabarcoding. Divers Distrib DOI: 10.1111/ddi.13142
  • Juhel, J. et al. (2021) Detection of the elusive Dwarf sperm whale (Kogia sima) using environmental DNA at Malpelo island (Eastern Pacific, Colombia). Ecol Evol DOI: 10.1002/ece3.7057
  • Ficetola, G.F. et al. (2021) Comparison of markers for the monitoring of freshwater benthic biodiversity through DNA metabarcoding. Mol Ecol 30, 3189–3202
  • Milhau, T. et al. (2021) Seasonal dynamics of riverine fish communities using eDNA. J Fish Biol 98, 387–398
  • Pont, D. et al. (2021) The future of fish‐based ecological assessment of European rivers: from traditional EU Water Framework Directive compliant methods to eDNA metabarcoding‐based approaches. J Fish Biol 98, 354–366
  • Juhel, J.-B. et al. (2020) Accumulation curves of environmental DNA sequences predict coastal fish diversity in the coral triangle. Proc Biological Sci 287, 20200248
  • Marques, V. et al. (2020) Blind assessment of vertebrate taxonomic diversity across spatial scales by clustering environmental DNA metabarcoding sequences. Ecography DOI: 10.1111/ecog.05049
  • Polanco-Fernández, A. et al. (2020) Comparing environmental DNA metabarcoding and underwater visual census to monitor tropical reef fishes. Environ Dna DOI: 10.1002/edn3.140
  • Coutant, O. et al. (2020) Detecting fish assemblages with environmental DNA: Does protocol matter? Testing eDNA metabarcoding method robustness. Environ Dna DOI: 10.1002/edn3.158
  • Prié, V. et al. (2020) Environmental DNA metabarcoding for freshwater bivalves biodiversity assessment: methods and results for the Western Palearctic (European sub-region). Hydrobiologia DOI: 10.1007/s10750-020-04260-8
  • Lopes, C.M. et al. (2020) Lost and found: frogs in a biodiversity hotspot rediscovered with environmental DNA. Mol Ecol DOI: 10.1111/mec.15594
  • Dufresnes, C. et al. (2020) Monitoring of the last stronghold of native pool frogs (Pelophylax lessonae) in Western Europe, with implications for their conservation. Eur J Wildlife Res 66, 45
  • Meyer, A. et al. (2020) Morphological vs. DNA metabarcoding approaches for the evaluation of stream ecological status with benthic invertebrates: testing different combinations of markers and strategies of data filtering. Mol Ecol DOI: 10.1111/mec.15723
  • Linard, B. et al. (2020) PEWO: a collection of workflows to benchmark phylogenetic placement. Bioinformatics DOI: 10.1093/bioinformatics/btaa657
  • Spitzen – van der Sluijs, A. et al. (2020) Using environmental DNA for detection of Batrachochytrium salamandrivorans in natural water. Environ Dna DOI: 10.1002/edn3.86
  • Murienne, J. et al. (2019) Aquatic eDNA for monitoring French Guiana biodiversity. Biodivers Data J 7, e37518
  • Vimercati, G. et al. (2019) Assessing the effect of landscape features on pond colonisation by an elusive amphibian invader using environmental DNA. Freshwater Biol 65, 502–513
  • Dufresnes, C. et al. (2019) Early detection and spatial monitoring of an emerging biological invasion by population genetics and environmental DNA metabarcoding. Conservation Sci Pract 1,
  • Miaud, C. et al. (2019) eDNA Increases the Detectability of Ranavirus Infection in an Alpine Amphibian Population. Viruses DOI: 10.3390/v11060526
  • Cantera, I. et al. (2019) Optimizing environmental DNA sampling effort for fish inventories in tropical streams and rivers. Sci Reports 9, 3085
  • Cilleros, K. et al. (2019) Unlocking biodiversity and conservation studies in high‐diversity environments using environmental DNA (eDNA): A test with Guianese freshwater fishes. Mol Ecol Resour 19, 27–46
  • Pont, D. et al. (2018) Environmental DNA reveals quantitative patterns of fish biodiversity in large rivers despite its downstream transportation. Sci Reports 8, 10361
  • Guillerault, N. et al. (2017) Application of DNA metabarcoding on faeces to identify European catfish Silurus glanis diet. J Fish Biol 90, 2214–2219
  • Lopes, C.M. et al. (2017) eDNA metabarcoding: a promising method for anuran surveys in highly diverse tropical forests. Mol Ecol Resour 17, 904–914
  • Sasso, T. et al. (2017) Environmental DNA characterization of amphibian communities in the Brazilian Atlantic forest: Potential application for conservation of a rich and threatened fauna. Biol Conserv 215, 225–232
  • Secondi, J. et al. (2016) Detection of a global aquatic invasive amphibian, Xenopus laevis, using environmental DNA. Amphibia-reptilia 37, 131–136
  • Schneider, J. et al. (2016) Detection of Invasive Mosquito Vectors Using Environmental DNA (eDNA) from Water Samples. Plos One 11, e0162493
  • Leese, F. et al. (2016) DNAqua-Net: Developing new genetic tools for bioassessment and monitoring of aquatic ecosystems in Europe. Res Ideas Outcomes 2, e11321
  • Tesson, S.V.M. et al. (2016) Integrating microorganism and macroorganism dispersal: modes, techniques and challenges with particular focus on co-dispersal. Écoscience 22, 109–124
  • Miaud, C. et al. (2016) Invasive North American bullfrogs transmit lethal fungus Batrachochytrium dendrobatidis infections to native amphibian host species. Biol Invasions 18, 2299–2308
  • Valentini, A. et al. (2016) Next‐generation monitoring of aquatic biodiversity using environmental DNA metabarcoding. Mol Ecol 25, 929–942
  • Civade, R. et al. (2016) Spatial Representativeness of Environmental DNA Metabarcoding Signal for Fish Biodiversity Assessment in a Natural Freshwater System. Plos One 11, e0157366
  • Elbrecht, V. et al. (2016) Testing the potential of a ribosomal 16S marker for DNA metabarcoding of insects. Peerj 4, e1966
  • Bellemain, E. et al. (2016) Trails of river monsters: Detecting critically endangered Mekong giant catfish Pangasianodon gigas using environmental DNA. Global Ecol Conservation 7, 148–156
  • Biggs, J. et al. (2015) Using eDNA to develop a national citizen science-based monitoring programme for the great crested newt (Triturus cristatus). Biol Conserv 183, 19–28
  • Tréguier, A. et al. (2014) Environmental DNA surveillance for invertebrate species: advantages and technical limitations to detect invasive crayfish Procambarus clarkii in freshwater ponds. Journal of Applied Ecology 51, 871–879
  • Giampaoli, S. et al. (2014) The environmental biological signature: NGS profiling for forensic comparison of soils. Forensic Sci Int 240, 41–47
  • Dejean, T. et al. (2012) Improved detection of an alien invasive species through environmental DNA barcoding: the example of the American bullfrog Lithobates catesbeianus. J Appl Ecol 49, 953–959
  • Dejean, T. et al. (2011) Persistence of Environmental DNA in Freshwater Ecosystems. Plos One 6, e23398